小鼠中枢神经系统脱髓鞘和再髓鞘脑细胞转录组图谱和相互作用网络

code:https://github.com/marcocolonnalab/CPZ

原文地址：https://www.cell.com/cell-reports/fulltext/S2211-1247(23)00304-2?_returnURL=https%3A%2F%2Flinkinghub.elsevier.com%2Fretrieve%2Fpii%2FS2211124723003042%3Fshowall%3Dtrue#secsectitle0020

CPZ介导的髓鞘改变诱导全局转录改变

我们用0.2% CPZ或常规饲料喂养8周龄雄性野生型(WT)小鼠，并设置了三个实验组：(1)脱髓鞘(5周CPZ治疗)，(2)髓鞘再生(5周CPZ治疗后2周常规饲料)，以及(3)对照(整个时间段内常规饲料)。每次治疗后，从大脑皮质和CC收集组织进行snRNA-seq分析(图1A)。通过电子显微镜(EM)检查CC证实了脱髓鞘和髓鞘再生(图S1A和S1B)。在质量控制后，总共分析了来自所有三组的58,079个细胞核(图S1C)。基于聚类标记基因和已知的细胞类型标记，非监督聚类产生了19个种群，注释为各种神经元亚群、OLs、星形胶质细胞、小胶质细胞、OPCs和血管细胞(图1B、1C、S1D和S1E；表S1)。CPZ治疗主要影响OL和小胶质细胞核的频率(图1D和S1F)。OL细胞核被CPZ治疗彻底清除，但在CPZ撤药后完全恢复；脱髓鞘后小胶质细胞核增加约3倍，并在髓鞘再生过程中保持升高(图1D和S1F)。小胶质细胞和OLs在脱髓鞘和髓鞘再生过程中也具有最显著差异表达基因(DEGs)(图1E和表S2)。脱髓鞘期间星形胶质细胞核的频率略有下降，但在髓鞘再生期间显著上升(图1D)，而脱髓鞘和髓鞘再生期间DEGs均显著(图1E)。在脱髓鞘和髓鞘再生期间，血管细胞和OPCs中也观察到大量DEGs，尽管其细胞核频率没有明显变化(图1D和1E)。这些结果表明，CPZ主要影响脑胶质细胞和血管细胞。

脱髓鞘诱导SERPINA3N+少突胶质细胞亚群

为了进一步阐明CPZ对少突胶质细胞谱系转录组的影响，我们根据已发表的标记将少突胶质细胞谱系细胞重新聚类为8个亚群，这些亚群定义为成熟少突胶质细胞(MOLs，聚类0,2,4)、髓鞘形成少突胶质细胞(MFOLs，聚类5)、新生少突胶质细胞/分化中少突胶质细胞(NFOL/COPs，聚类6)、OPCs(聚类1)、增殖OPCs(POPCs，聚类7)和脱髓鞘相关少突胶质细胞(DOLs，聚类3)(图2A和S2A)。脱髓鞘与MOLs和MFOLs的显著减少相关(图2B和2C)；这些细胞表达编码肌动蛋白丝组分(Anln、Gsn和Stmn4)、胆固醇合成酶(Hmgcs1)、前列腺素D2合酶(Ptgds)、Il33和髓鞘组分(如Plp1、Mal、Cldn11和Mog)的基因(图2D和2E)。PTGDS已被证明在体内外周神经系统中促进髓鞘形成，但其在动物模型中的作用尚不清楚，而IL-33在CNS髓鞘再生中的作用仍有争议。脱髓鞘后残留的少突胶质细胞形成DOL簇(图2B和2C)；这些细胞表达蛋白水解抑制(Serpina3n)、衰老和死亡(Cdkn1a)和抗氧化反应(Moxd1)的基因(图2D和2E)。DOL还表达生长分化因子15(Gdf15)，这是MS患者血清中升高的转化生长因子b超家族的神经营养因子。 Apoe和Abca1介导胆固醇转运，Col5a3驱动纤维胶原和细胞外基质(ECM)的沉积33(图2D和2E)。
脱髓鞘过程中，随着MOLs/MFOLs的减少和DOLs的扩增，我们观察到OPCs和NFOL/COPs略有代偿性增加(图2C)。我们通过对内侧CC进行SERPINA3N和成熟少突胶质细胞标志物CC1的共染色，证实了脱髓鞘和髓鞘再生过程中SERPINA3N+DOL的出现(图2F和2G)。我们通过对侧侧CC进行NG2免疫染色，证实了脱髓鞘过程中OPCs的扩增(图S2B和S2C)。撤除CPZ和髓鞘再生导致了MOL和MFOL的重建，同时DOL的减少(图2C)。
相应地，脱髓鞘过程中下调和上调的大多数基因恢复到平衡表达水平(图S2D)。在脱髓鞘和髓鞘再生过程中，少数基因上升，包括pleiotrophin(Ptn)，一种分泌生长因子，在神经发育中作为一种神经调节肽发挥作用，并促进髓鞘再生(图S2D)。在髓鞘再生过程中，OPCs表达的转录因子水平升高，如Olig1和Sox10，这些转录因子驱动OL的发育和成熟，这表明髓鞘再生和发育性髓鞘化遵循相似的轨迹(图S2E)。
为了证实这一结论，我们将CPZ模型中的少突胶质细胞系细胞与小鼠幼年和成年CNS中的细胞整合在一起。结果显示，CPZ模型中的OL遵循从OPCs到MOL的轨迹，与发育中发生的情况相似(图2H和2I)。此外，DOL主要富集在CPZ模型中(图2H)。为了进一步验证这一结论，我们对CPZ模型中的多发性硬化症患者进行了多项实验，包括对CPZ模型中多发性硬化症患者进行多发性硬化症的检测，并对CPZ模型中多发性硬化症患者进行多发性硬化症的检测。为了确定向DOLs的运动轨迹，我们计算了脱髓鞘和髓鞘再生中的RNA速度，并将其投射到现有的统一流形近似和投影(UMAP)上。38结果显示，在脱髓鞘过程中，MOLs向DOLs运动，而在髓鞘再生过程中，NFOL/COPs向MOLs运动(图2J)。通过速度伪时间计算，这些轨迹得到了进一步的证实(图2J)。（通过其他小鼠幼年和成年CNS细胞研究数据，探究CPZ模型中OPCs的发育轨迹）

为了比较CPZ模型中的少突胶质细胞与其他神经退行性疾病模型，我们将CPZ少突胶质细胞与阿尔茨海默病(AD)的5XFAD模型中的少突胶质细胞进行了整合，结果显示了两个不同的DOL亚群(DOL1和DOL2)(图S2F和S2G)。DOL1表达Serpina3n和C4b，在脱髓鞘和髓鞘再生过程中以及5XFAD模型中均出现(图S2H-S2J)。DOL2更具脱髓鞘特异性，高表达应激反应基因，如Cdkn1a、Gdf15和Moxd1(图S2H-S2J)。

此外，干扰素应答(IFN-R)少突胶质细胞亚群在两个模型中均存在(图S2H和S2I)。
最后，我们比较了CPZ少突胶质细胞特征与人类MS的特征。我们选择了脱髓鞘与正常或髓鞘再生与脱髓鞘两两比较中上调的基因；这些基因组与来自两个公共数据集的进展性MS患者与对照组不同病理区域中上调的基因进行了比较6,8，包括外观正常的白质、脱髓鞘病变核心、活动性、慢性活动性(CA)、慢性不活动性、髓鞘再生病变和斑块周围区域。我们发现，在人类MS少突胶质细胞和小鼠CPZ特征之间，共有的基因数量有限，但却至关重要(图S2K-S2N；表S2和S3)。在人类数据集中(图S2K,S2M,S2O和S2P)以及小鼠CPZ后的髓鞘再生过程中(图S2K和S2M)，胆固醇合成基因HMGCS1在MS组织中上调。对内侧CC进行的HMGCS1和成熟少突胶质细胞标记CA2的共染色证实，脱髓鞘过程中HMGCS1+少突胶质细胞显著减少，随后在髓鞘再生过程中恢复(图S2Q-S2S)。在CPZ模型和多种病理MS状态的髓鞘再生过程中，编码髓鞘形成和髓鞘本身成分的基因，如PLP1和CNP，也在CPZ模型和多种病理MS状态的髓鞘再生过程中富集，包括一个数据集中的活动性和CA病变(图S2P)。这表明，MS中的脱髓鞘与髓鞘再生的代偿过程是平行的。

IL-33-ST2通路减轻脱髓鞘

据报道，MS患者血清和脑脊液中的IL-33水平升高。IL-33被认为主要由星形胶质细胞释放，尤其是在人类。然而，我们的snRNA-seq数据集揭示了少突胶质细胞中IL-33 mRNA的主要表达，在脱髓鞘期间降至最低水平(图S3A和S3B)。
我们验证了在稳定状态和髓鞘再生后的少突胶质细胞中核IL-33蛋白，而在脱髓鞘期间不存在(图S3C和S3D)。这些结果表明，IL-33在稳定状态下存储在少突胶质细胞核中，在细胞死亡时释放到细胞外空间，并在新的少突胶质细胞核中重新构建。我们还检测到星形胶质细胞中很少的IL-33表达，无论是在我们的snRNA-seq数据(图S3E和S3F)还是在蛋白水平(图S3G和S3H)，在各种条件下都没有变化。
由于IL-33已知通过作用于小胶质细胞和星形胶质细胞在脊髓损伤中诱导修复机制，我们进一步研究了IL-33信号对CPZ诱导的脱髓鞘的影响。在缺乏IL-33同源受体ST2编码的Il1rl1敲除小鼠中(图S3I)。小胶质细胞在稳定状态下表达ST2，但CPZ治疗2周后这种表达减弱(图S3J和S3K)。
对CC的Luxol快速蓝染色显示，在CPZ治疗2周后，Il1rl1/小鼠的脱髓鞘比野生小鼠更明显，但在CPZ治疗5周后脱髓鞘相似(图S3L和S3M)。电镜证实，在CPZ治疗2周后，Il1rl1/小鼠的有髓轴突比例较低(图S3N和S3O)。Il1rl1/小鼠脱髓鞘加剧与小胶质细胞活化程度增加有关，通过在小胶质细胞中表达载脂蛋白E(APOE)来测量(图S3P-S3R)，而GFAP+活化的星形胶质细胞在Il1rl1/和野生小鼠中相似(图S3S和S3T)。这些数据表明，IL-33-ST2相互作用在早期阶段减轻了CPZ诱导的脱髓鞘。

星形胶质细胞在脱髓鞘和髓鞘再生过程中采用独特的代谢和应激反应特征

虽然CPZ对星形胶质细胞数量的影响很小(图1D和3A)，但在脱髓鞘和髓鞘再生过程中，转录变化是明显的(图1E)。脱髓鞘诱导了经典激活基因Gfap和波形蛋白(Vim)以及Serpina3n和C4b的上调(图3B和S4A)。上调的基因还编码了异二聚体氨基酸转运蛋白SLC7A5/SLC3A2和SLC7A11/SLC3A2。SLC7A5/SLC3A2复合物转运促进哺乳动物雷帕霉素靶蛋白(mTOR)激活的必需氨基酸。SLC7A11/SLC3A2复合物介导细胞外L-胱氨酸和细胞内L-谷氨酸的跨质膜交换。胱氨酸摄入促进谷胱甘肽的合成和释放，从而减轻氧化应激和铁死亡。环氧化物水解酶(EphX1)也上调(图3B和S4A)，该酶与抗氧化活性和衰老相关。Stat3的上调提示该信号通路可能参与了星形胶质细胞的反应。此外，星形胶质细胞上调了GFAP和Vim的表达(图3B和S4A)。脱髓鞘过程中的IFN-R基因，如H2-d1和Ifi27(图3B和S4A)。DEGs的通路分析证实了mTOR、抗氧化、抗凋亡、STAT3和IFN通路的参与(图S4B)。在髓鞘再生过程中，星形胶质细胞采用了独特的特征，包括解毒代谢通路和核因子kB(NF-kB)(Irak2,Nfkbia)的激活(图3C和S4C-S4E)；前者包括二价金属转运蛋白Slc39a14，该转运蛋白可减少炎症期间的超负荷49，以及谷氨酸脱氢酶(Glud1)，这是谷氨酸解毒的主要酶50。此外，通路分析强调了在髓鞘再生过程中星形胶质细胞的胆固醇合成和脂肪酸代谢(图S4F)，这些物质可能被供应给神经元和其他细胞。
为了弄清应激诱导的反应是否涉及所有星形胶质细胞或不同的亚群，星形胶质细胞核被进一步分成9个亚群(图3D)。在稳态下，稳态恒定星形胶质细胞是异质性的：除了表达泛星形胶质细胞基因的簇0和簇1外，簇3表达控制ECM生产的基因，包括Agt、Asp、Asp-Asp、Asp-Bax、Asp-Bax和Asp-Bax(图3C)。Sparc, Igsf1, Itih3, Spon1和Slc6a11。 簇4富含线粒体基因，表明CPZ或组织加工诱导的死亡细胞。簇5表达突触发生基因Thbs4和神经发生相关基因Igfbp5，这可能反映了室下区龛中的星形胶质细胞。簇6高表达Gfap以及Myoc、Nrp2、Disp3和Serpinf1，可能具有神经保护功能54(图S4G)。在脱髓鞘过程中，应激反应和mTOR通路基因(Ephx1、Slc7a11、Slc7a5和Slc3a2)在所有亚组中上调，而经典星形胶质细胞激活基因和IFN-R基因在两个独特的亚组簇7和簇8中富集，而这两个亚组在稳态中不存在(图3E和3F)。簇7以Serpina3n、Gfap、Vim和C3为特征(图3G)；侧脑室旁CC的免疫染色证实了SERPINA3N、VIM和GFAP的表达(图3H、3I、S4H和S4I)。簇8表达IFN-R基因(图3J)，其特征是STAT1在脱髓鞘和髓鞘再生小鼠脑室旁CC的GFAP+星形胶质细胞内的累积(图3K和3L)。在髓鞘再生过程中，簇7和簇8的丰度增加，但其表达量减少。此外，稳态Gfap-星形胶质细胞簇0和1没有恢复，而是被表达NF-kB相关基因(Irak2和Il18)、昼夜节律钟基因(Cry2)、控制星形胶质细胞粘附的基因(Ezr和Igsf11)、代谢(Glud1、Nrros和Slc39a14)和应激反应(Paxx和Neat1)的簇2所取代(图3F和3M)。总之，这些数据表明，星形胶质细胞在脱髓鞘过程中遵循应激或IFN反应轨迹，而在髓鞘再生过程中获得一种由解毒代谢途径和NF-kB通路激活所界定的独特反应状态。
为了比较CPZ模型中的星形胶质细胞特征与人类MS中的星形胶质细胞特征，我们将CPZ模型中的星形胶质细胞DEGs与MS CA病变特征的“MS中炎症星形胶质细胞”的特征基因重叠。我们发现，人类MS与小鼠脱髓鞘共享GFAP、VIM和NUPR1，与小鼠髓鞘再生共享CST3、CD81、GJA1、CSRP1和FAM107A(图S4J和S4K；表S2和S3)。一些共享基因，如应激诱导的转录调节因子NUPR1，表明控制星形胶质细胞反应性反应的基本通路具有共性。

图3

图s4

脱髓鞘和髓鞘再生过程中出现MAFBhi小胶质细胞

脱髓鞘和髓鞘再生过程中小胶质细胞扩增，并显示丰富的DEGs(图S5A-S5D)。小胶质细胞的亚聚类确定了9个具有明显聚类标记的亚组(图4A和S5E)。在稳态中，小胶质细胞主要由富含稳态基因的0聚类组成(图4B、4C和S5E)。脱髓鞘诱导了几个小胶质细胞亚组(1, 2, 4-8)的出现(图4B和4C)。聚类2(DAM样，DAM-L)表现出与疾病相关小胶质细胞(DAM)(图4D-4F)和白质相关小胶质细胞(WAM)。(图4G-4I)相似的复合特征，由Apoe、Lpl和Spp1的表达来区分(表S3)。
然而，DAM基因的杂交表达，例如Ccl4、Itgax、Gpnmb和Ch25h的非重叠表达模式，表明该聚类内部存在分级极化和功能异质性(图4J)。此外，DAM-L聚类高表达了先前未定义为DAM基因的基因，包括转录因子Mif，据报道该因子在溶酶体应激下诱导GPNMB57；Plau，尿激酶型纤溶酶原激活物(uPA)基因与小胶质细胞迁移相关58，在MS病变中上调(图4K)。簇1和簇5(过渡小胶质细胞)连接了稳态小胶质细胞和DAM-L小胶质细胞之间的基因组(图S5F和S5G)。脱髓鞘诱导的簇6,7和8分别选择性表达主要组织相容性复合体(MHC)II类(Cd74和H2-Aa)、IFN-R(Ifi204和Oasl2)和增殖基因(Top2a和Mki67)(图S5E)，并引起了在AD小鼠模型中报道的类似亚群。
小胶质细胞(IBA1)、DAM(CD11c)和MHC II类(CD74)共染色标记证实了这些小胶质细胞亚群的存在(图S5H和S5I)。另一个亚群(簇4)富集线粒体基因，这表明应激细胞可能由CPZ或组织处理诱导。CPZ撤除与脱髓鞘诱导的簇(1,5和8)的下降相关，与稳态小胶质细胞(簇0)的重建相平行(图4B和4C)。此外，选择性表达Mafb的髓鞘再生特异性亚群(簇3)也出现了(图4L和4M)。由于Mafb是髓鞘再生的特异性基因，因此我们可以推断，CPZ撤除可能导致了脱髓鞘诱导的簇1、5和8的减少，并与稳态小胶质细胞(簇0)的重建相平行(图4L和4M)。维持小胶质细胞稳态的必要条件62，这一亚组可能包括在CPZ撤药后从反应状态转回稳态的小胶质细胞。
值得注意的是，MAFB表达在人MS的CA病变8和急性病变22的小胶质细胞中富集(图4N和4O；表S3)，这表明MAFB对于驱动小胶质细胞对髓鞘改变的反应至关重要。通过在CPZ模型中进行免疫染色，验证了MAFBh小胶质细胞(图4P)。
小胶质细胞的伪时间分析证实，DAM-L、IFN-R和MHCII轨迹在髓鞘脱失和髓鞘再生过程中持续存在，而MAFBh小胶质细胞在髓鞘再生期间达到峰值(图S5J-S5L)。

图4

图s5

髓鞘再生与血管细胞重编程相关

除了胶质细胞，CPZ治疗还诱导了血管和间质脑细胞群的特征性改变。
对这些细胞间室的DEGs进行分析，发现髓鞘再生与脱髓鞘期间发生了显著变化(图S6A和S6B)。对这些DEGs进行的通路分析突出了组织发育、细胞黏附和迁移通路(图S6C)。我们进一步将血管间质细胞分为内皮细胞(Endo.1和Endo.2)，周细胞，平滑肌细胞(SMCs)，脑膜成纤维细胞(Fibro.1)和血管周围成纤维细胞(Fibro.2-4)63,64(图5A和S6D)，并检测了DEGs的表达(图5B)。血管周围成纤维细胞(Fibro.4)和周细胞上调了血管生成标志物Cd248。65周细胞放大了CSF1R配体Il34的表达，该配体可能在血管重塑期间维持血管周围巨噬细胞。成纤维细胞高表达Loxl2，该基因编码一种缺氧诱导的胺氧化酶，通过催化胶原和弹性蛋白的交联来促进ECM重塑。SMCs上调Pdlim5，这促进了缺氧介导的血管重塑68(图5B)。
我们检测了整个CPZ治疗过程中血管亚簇的相对丰度：周细胞有下降趋势，而在脱髓鞘过程中Endo.2扩增(图S6E)。周细胞的丧失可能导致血脑屏障通透性增加。与Endo.1相比，Endo.2簇表达缺氧诱导的基因Rgs5,71以及氧化应激和IFN暴露的标志物(图5C和5D)。有趣的是，在髓鞘再生过程中，血管周成纤维细胞(Fibro.2)上调了影响内皮生物学的基因(图S6F)：例如，促进内皮细胞血管生成活性的Ccn172和促进内皮细胞凋亡的Timp373。总之，这些结果证明了血管细胞对缺氧和血管损伤的反应。

图5

图s6

转录变化仅部分反映神经元功能缺陷

对神经元的snRNA-seq分析显示，髓鞘再生后神经元核的比例略有降低(图1D)，这可能是脱髓鞘后轴突变性延迟的结果。对神经元亚簇的DEGs分析显示，髓鞘再生与参与神经发生的基因上调相关，提示试图补偿神经元损伤(图S7A和S7B)。神经元中表达增加最多的基因之一是Epha5，编码参与神经元突触形成的Eph受体74。这些适度的转录变化与先前报道的CPZ诱导的脱髓鞘中显著降低的神经元活性形成对比75。此外，对CPZ治疗小鼠进行突触前标志物突触素的免疫染色证实了脱髓鞘和髓鞘再生期间突触减少(图S7C)。我们得出结论，转录变化仅部分反映了CPZ诱导的神经元缺陷。

snRNA-seq揭示脱髓鞘诱发的细胞-细胞相互作用

利用snRNA-seq提供的全面转录组信息，我们利用NicheNet分析探索了所有脑细胞类型之间的潜在细胞相互作用，NicheNet分析预测发送细胞中的哪些配体可能调节接收细胞中的基因表达变化。76具体而言，我们利用NicheNet对配体-受体对进行排序，这些配体-受体对最有可能解释脱髓鞘期间接收细胞与正常情况下的差异基因表达(图6A-6C)，并将这些配体和受体的基因表达映射到各种细胞类型(图S7D和S7E)。其中一个顶级配体是神经元/神经胶质衍生的神经迷离蛋白(NFASC)，预测会与少突胶质细胞系细胞中表达的Contactin1(CNTN1)结合(图6A,6B,S7D和S7E)。神经胶质和轴突之间的NFASC-CNTN1相互作用影响轴突-胶质连接形成、髓鞘维护和轴突分离。77,78 NFASCCNTN1相互作用还诱导OPCs分化为成熟的少突胶质细胞，促进神经发育过程中的髓鞘形成。79因此，脱髓鞘期间NFASC-CNTN1相互作用对神经发育和神经发育的神经发育和神经发育的神经发育有重要意义。CPZ治疗可能强调了少突胶质细胞分化的过程，类似于出生后大脑发育过程中发生的过程。
Nichenet分析还显示，小胶质细胞表达的成纤维细胞生长因子13(FGF13)可能通过成纤维细胞生长因子受体3(FGFR3)刺激星形胶质细胞。此外，少突胶质细胞和小胶质细胞表达的SEMA4D可能通过与Plexinb1(PLXNB1)相互作用影响星形胶质细胞(图6B、S7D和S7E)。PLXNB1与AD患者的认知下降相关，星形胶质细胞PLXNB1的敲低导致星形胶质细胞培养物中细胞外Ab42水平降低80。此外，小胶质细胞-星形胶质细胞SEMA4D-PLXNB1相互作用加剧了EAE期间的中枢神经系统炎症81。同样，SEMA4D可能通过与星形胶质细胞PLXNB1相互作用加剧CPZ模型中的病理。
由星形胶质细胞产生的血管内皮生长因子A(VEGFA)是预测在脱髓鞘过程中通过VEGFA共受体神经纤毛蛋白1/2(NRP1/2)影响小胶质细胞基因表达变化的顶级配体之一82(图6C、S7D和S7E)。小胶质细胞NRP1通过与OPCs上的血小板衍生生长因子a(PDGFRa)相互作用促进髓鞘再生83。因此，星形胶质细胞来源的VEGFA、小胶质细胞NRP1和OPC PDGFRa可能锚定控制髓鞘形成的电路。
除了上述相互作用，我们还证实了TAM受体与GAS6和PROS1的相互作用，GAS6和PROS1识别凋亡细胞表面的磷脂酰丝氨酸，并已被证明对髓鞘形成有影响20,84,85。有趣的是，我们发现不同的细胞类型利用不同的TAM受体结合GAS6和PROS1：小胶质细胞和星形胶质细胞表达AXL和MERTK，而少突胶质细胞和神经元主要表达TYRO3(图6A-6C,S7D和S7E)。在CPZ模型中，小胶质细胞主要表达Pros1(图S7D)，我们在培养原代小胶质细胞的细胞裂解物的蛋白水平验证了这一点(图S7F)。为了进一步证明PROS1对星形胶质细胞摄取凋亡细胞的影响，我们用羧基荧光素琥珀酰亚胺酯(CFSE)标记的凋亡胸腺细胞与含有或不含有小鼠PROS1的星形胶质细胞共培养，并用流式细胞术评估吞噬作用(图6D)。
PROS1蛋白增强了星形胶质细胞对凋亡胸腺细胞的吞噬作用(图6E-6G)，支持了TAM受体在星形胶质细胞吞噬凋亡细胞中的重要性。在CPZ模型中，PROS1-AXL/MERTK相互作用在星形胶质细胞介导的凋亡细胞清除中的作用。

TREM2缺陷间接损害DOL诱导

由于我们之前的研究表明，在5XFAD小鼠模型中，反应性少突胶质细胞部分依赖于TREM2,30，我们研究了TREM2缺陷对DOL诱导的影响。
TREM2维持小胶质细胞清除受损髓鞘的能力，从而使后续髓鞘再生成为可能21,86-88。然而，TREM2是否以细胞外方式间接影响其他细胞对髓鞘改变做出反应？ 为了解决这个问题，我们对CPZ治疗的野生型和Trem2/小鼠的脑标本进行了snRNA-seq(图S8A)。与野生型小鼠相比，Trem2/小鼠的脱髓鞘延迟，轴突髓鞘化缩短，这由CC髓鞘的EM分析证实(图S8B-S8D)。
一致的是，在髓鞘再生过程中，Trem2/小鼠的OLIG2+少突胶质细胞谱系细胞比野生型小鼠少(图S8E和S8F)。单核无偏聚类测序确定了脑内的主要细胞类型(图7A、S8G和S8H；表S4)。野生型和Trem2/小鼠的差异表达分析表明，小胶质细胞和少突胶质细胞携带最多的DEGs(图7B和表S5)。小胶质细胞亚群划分了不同的脱髓鞘诱导的种群，包括DAM-L、MHCII和过渡小胶质细胞，所有这些在缺少TREM2的情况下都严重收缩(图7C,7D,S9A和S9B)。Trem2/DAM-L和MHCII小胶质细胞的减少通过髓鞘再生得以维持。脱髓鞘诱导的IFN-R和增殖亚群明显不依赖于TREM2(图7D和S9B)。我们通过IBA1、CD74、APOE和CD11c共染色证实了Trem2/小鼠中DAM-L和MHCII小胶质细胞的缺失(图7E,7F和S9C-S9F)。
接下来，我们分析了WT和Trem2/小鼠中少突胶质细胞亚群的相对丰度(图7G,7H,S9G和S9H)。在脱髓鞘过程中，Trem2/小鼠中MOLs(MOL1和MOL2)比WT小鼠中更丰富，这与DOLs的减少相平行(图7H和S9H)。与此一致的是，髓鞘化相关基因，如Plp1和Ptgds，更丰富，而与脱髓鞘相关的基因，如Col5a3，在Trem2/少突胶质细胞中的表达比WT少突胶质细胞中更弱(图7I-7K)。双重髓鞘化SERPINA3N和OLIG2的免疫标记证实了Trem2/小鼠DOLs的显著减少(图7L和7M)。小胶质细胞对于清除受损髓鞘是必要的89，而TREM2对于建立小胶质细胞对髓鞘破坏的反应是必要的86,87,90。因此，我们推测，Trem2缺陷产生的缺陷阻碍了髓鞘碎片的清除，这导致了少突胶质细胞应激反应的继发性延迟，从而保持了它们的稳态结构。

图7

图s8